在生物分子分离纯化领域，超滤离心管凭借高效、便捷的特点，成为蛋白浓缩、脱盐、除杂质等实验操作的核心工具。无论是基础科研中的蛋白样品预处理，还是临床检测中的生物标志物富集，掌握其正确操作方法与关键注意事项，都是保障实验结果准确性的关键。
一、实验前的准备工作
（一）耗材与仪器核查
首先需确认超滤离心管的核心参数是否匹配实验需求：截留分子量（MWCO）需根据目标分子大小选择 —— 通常建议选择目标分子分子量 1/3-1/5 的截留分子量，例如纯化 50kDa 的蛋白时，优先选用 10-30kDa 的超滤管，避免目标分子流失或杂质无法有效截留；同时检查离心管的容积（如 0.5mL、15mL、50mL 等）是否与样品量适配，防止样品溢出或离心效率降低。
此外，需准备适配的离心机（支持角转子或水平转子，转速范围需满足超滤管要求，通常为 3000-15000×g）、无菌移液器、样品管、洗脱缓冲液（如 PBS、Tris-HCl 等，需提前平衡至室温），并对所有接触样品的耗材进行无菌处理（如紫外照射、酒精擦拭），避免污染。
（二）样品预处理
若样品中含有较多颗粒物（如细胞碎片、沉淀），需先通过离心（如 10000×g，10 分钟）或过滤（0.22μm 滤膜）去除杂质，防止超滤膜堵塞。对于高粘度样品（如含高浓度糖、甘油的样品），可适当稀释后再进行超滤，避免因粘度过高导致离心时膜表面流速不均，影响分离效率。
二、标准操作步骤
（一）超滤管活化与平衡
新购超滤离心管需先进行活化：向膜腔内加入少量超纯水，室温静置 10-15 分钟，使超滤膜充分湿润，激活膜的分离性能；随后倒掉超纯水，将超滤管置于配套的收集管中，放入离心机预离心（3000×g，2 分钟），去除膜表面残留的保护液，避免影响样品纯度。
（二）样品加载与离心
用无菌移液器将预处理后的样品缓慢加入超滤膜腔内，注意避免样品沾到膜腔外壁（防止离心时样品流失），且样品体积不宜超过膜腔最大刻度线（通常为容积的 80%）。将装有样品的超滤管与收集管组装好后，放入离心机的转子中，确保对称放置（平衡离心力，避免仪器震动），按照实验需求设置离心参数：转速根据截留分子量调整（小分子截留需更高转速，如 10000-15000×g；大分子截留可适当降低转速，如 3000-5000×g），时间通常为 10-30 分钟，具体需根据样品浓缩目标调整（如需将 10mL 样品浓缩至 1mL，可分阶段离心，每 10 分钟观察一次浓缩体积）。
（三）样品回收与清洗
离心结束后，取出超滤管，此时浓缩后的样品留存于膜腔内，透过液（含小分子杂质、缓冲液等）收集在下方收集管中。用移液器缓慢吸取膜腔内的浓缩样品，注意避免触碰膜表面（防止膜纤维脱落污染样品）；若需提高回收率，可向膜腔内加入少量洗脱缓冲液，轻轻颠倒混匀后再次离心（5000×g，5 分钟），将残留的样品冲洗下来，合并两次收集的浓缩液。
使用后的超滤管若需重复使用（仅限同一类样品，避免交叉污染），需先用超纯水冲洗膜腔 3-5 次，再用 0.1M NaOH 溶液浸泡 30 分钟（去除蛋白残留），最后用超纯水冲洗至中性，晾干后避光保存；一次性超滤管则需按生物废弃物规定处理，不可随意丢弃。
三、关键注意事项
离心参数控制：避免转速过高或离心时间过长 —— 过高转速可能导致超滤膜破裂，过长时间则可能使样品过度浓缩，引发蛋白变性；若离心过程中发现膜腔出现气泡，需暂停离心，倾斜超滤管排出气泡后再继续。
膜堵塞处理：若离心时发现透过液体积远低于预期，可能是膜被杂质堵塞，可暂停离心，向膜腔内加入少量超纯水，轻轻振荡后静置 5 分钟，再重新离心；若堵塞严重，需更换新的超滤管，不可强行提高转速。
样品稳定性保护：对于热敏性样品（如酶、抗体），离心过程中需在离心机中放置冰袋，维持低温环境（4℃），避免样品因离心产热而失活；同时，洗脱缓冲液的 pH 值需与样品的稳定 pH 范围一致，防止目标分子变性。
无菌与污染防控：整个操作过程需在超净工作台中进行，操作人员需佩戴无菌手套、口罩，避免唾液、灰尘污染样品；不同样品需使用不同的超滤管，不可混用，防止交叉污染。
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